Informasi

Apa singkatan 'PIN' untuk mengacu pada protein PIN pada tumbuhan?

Apa singkatan 'PIN' untuk mengacu pada protein PIN pada tumbuhan?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Ada yang disebut protein PIN, atau protein yang dibentuk PIN, pada tumbuhan. Apa arti dari akronim ini?

Wikipedia menjelaskan secara singkat fungsi dari protein tetapi bukan asal usul namanya. Itu tidak dijelaskan bahkan di makalah ulasan yang ditautkan, jika saya tidak melewatkan sesuatu.


Seperti banyak gen dan produk gen, protein PIN dinamai a fenotipe mutan dan PIN sebenarnya bukan akronim; sumber di tautan Anda sebenarnya menjelaskan ini (penekanan milik saya):

Signifikansi dan fungsi AtPIN1 ditemukan melalui fenotipe yang dihasilkan oleh hilangnya fungsi mutasi pada gen: tanaman mutan gagal mengembangkan organ bunga dengan benar dan menghasilkan perbungaan telanjang seperti pin, yang diberi nama PIN-FORMED (PIN) untuk keluarga

Křeček, P., Skůpa, P., Libus, J., Naramoto, S., Tejos, R., Friml, J., & Zažímalová, E. (2009). Keluarga protein PIN-FORMED (PIN) dari transporter auksin. Biologi genom, 10(12), 249.


Ini bukan akronim; itu adalah singkatan dari menyirip (atau berpinnulasi), yang berarti memiliki pinnula dari daun menyirip yang berkembang dengan baik.

Simbol gen yang ditulis dengan huruf besar semua menunjukkan kondisi tipe liar organisme: Jika gen disebut sebagai PIN1, itu berarti produknya (pengangkut auksin) memungkinkan percabangan normal (atau setidaknya tidak menyebabkan malformasi); jika ditulis dengan huruf kecil, pin1, ini menunjukkan gen tersebut memiliki varian yang terkait dengan fenotipe mutan (non-pinnate).

PIN1: tidak ada yang rusak

pin1: satu tangkai tanpa pinnulae (dalam kasus Arabidopsis)

Jika mutan terlihat seperti pin, itu adalah kebetulan (mungkin mnemonic yang disarankan oleh guru berbahasa Inggris). Arti aslinya berasal dari pinna, yang mengacu pada penampilan normal daun dan bunga.


Pengertian Oksidasi dan Contoh dalam Kimia

Dua jenis utama reaksi kimia adalah oksidasi dan reduksi. Oksidasi tidak selalu ada hubungannya dengan oksigen. Inilah artinya dan bagaimana kaitannya dengan reduksi.

Takeaways Kunci: Oksidasi dalam Kimia

  • Oksidasi terjadi ketika sebuah atom, molekul, atau ion kehilangan satu atau lebih elektron dalam reaksi kimia.
  • Ketika oksidasi terjadi, keadaan oksidasi spesies kimia meningkat.
  • Oksidasi tidak selalu melibatkan oksigen! Awalnya, istilah ini digunakan ketika oksigen menyebabkan hilangnya elektron dalam suatu reaksi. Definisi modern lebih umum.

Latar belakang

Pembunuhan sel pasca-segregasi (PSK) adalah mekanisme luas yang membantu beberapa plasmid untuk mempertahankan diri dalam inang bakteri mereka [1-4]. Operon yang mengandung gen untuk berinteraksi dengan pasangan toksin-antitoksin (T-A) yang dibawa pada plasmid ini, adalah dasar untuk PSK. Biasanya, gen pertama dalam operon ini mengkodekan antitoksin labil, yang juga bertindak sebagai pengatur transkripsi operon, sedangkan gen kedua mengkode toksin yang stabil. Biasanya, antitoksin membentuk kompleks fisik dengan toksin dan menetralkan aksinya. Variasi pada tema ini terlihat dalam bentuk RNA anti-sense yang tidak stabil, yang bertindak sebagai penghambat translasi mRNA toksin. Jika plasmid hilang, antitoksin dengan cepat terdegradasi sementara toksin yang stabil tetap hidup, membunuh sel-sel yang kekurangan plasmid. Dengan demikian, plasmid dengan sistem untuk PSK menyebabkan sel inangnya menjadi kecanduan [1-4]. Selain itu, beberapa sistem T-A ini juga ditemukan pada kromosom prokariotik, di mana mereka mungkin memiliki fungsi pengaturan alternatif [5].

Sebuah survei sistematis operon T-A tersebut dan mekanismenya disajikan dalam karya mani Gerdes pada tahun 2000 [6]. Selanjutnya, ada juga beberapa penelitian penting yang telah menjelaskan rincian biokimia mengenai aksi beberapa racun. Salah satu racun ini, ParE, terbukti bertindak sebagai penghambat DNA girase, dan menginduksi pembentukan kompleks kovalen DNA-girase, yang dapat menghambat replikasi dan merusak integritas kromosom [7]. Sebaliknya, toksin RelE dan Doc terbukti sebagai penghambat translasi [5, 8]. Baru-baru ini, ditunjukkan bahwa protein RelE membelah transkrip yang terkait dengan ribosom, dengan secara khusus menargetkan kodon yang terkait dengan situs-A ribosom [9]. RelE menampilkan spesifisitas kodon dengan menunjukkan preferensi tertinggi untuk UAG di antara kodon stop dan UCG dan CAG di antara kodon sense [9]. Menariknya, penghambatan translasi oleh RelE ini dibalikkan oleh transfer-messenger RNA (tmRNA), yang bertindak sebagai pengatur stabilitas protein pada bakteri [10]. Studi-studi ini juga menunjukkan bahwa versi kromosom dari pasangan antitoksin-toksin ini dapat berfungsi sebagai sakelar pengatur yang mengontrol ekspresi gen dalam kondisi pertumbuhan yang buruk.

Meskipun Gerdes mengusulkan bahwa semua operon T-A dapat memiliki asal yang sama [6], evaluasi obyektif dari hubungan evolusi protein ini dan asal usul sistem ini belum dilakukan. Ketersediaan sejumlah besar urutan genom prokariotik memungkinkan kita untuk menggunakan berbagai pendekatan komputasi untuk mengatasi masalah asal usul dan evolusi sistem ini. Salah satu pendekatan, yang melibatkan pencarian urutan sensitif menggunakan metode profil, memungkinkan deteksi hubungan jauh, yang sampai sekarang tidak terdeteksi [11-13]. Selain itu, ini juga memungkinkan evaluasi hubungan yang objektif, berdasarkan signifikansi statistik dari kesamaan yang terdeteksi dan beberapa prediksi struktur sekunder yang diturunkan dari keselarasan. Pendekatan kedua melibatkan penggunaan genomik komparatif untuk mendeteksi lingkungan gen yang dilestarikan, fusi gen atau domain, dan untuk mengekstrak informasi fungsional dan evolusioner dari koneksi kontekstual ini [14-18]. Pendekatan ini sangat berguna dalam kasus sistem PSK prokariotik karena penggabungan yang kuat dari gen toksin dan antitoksin dalam satu operon. Tujuan kami dalam menerapkan analisis ini adalah untuk menemukan koneksi fungsional baru yang mungkin belum pernah ditemukan sebelumnya dalam studi eksperimental pada sistem ini. Mengingat hasil eksperimen baru-baru ini menunjukkan peran spesifik untuk sistem ini dalam regulasi respons seluler terhadap stres [9, 10, 19], kami juga tertarik untuk mengidentifikasi versi genomik baru dari sistem terkait PSK dengan distribusi filetik yang luas.

Sebagai hasil dari analisis kami, kami dapat mengungkap beberapa sistem T-A baru dan membangun hubungan evolusi antara mereka dan sistem degradasi RNA yang dimediasi omong kosong eukariotik. Kami juga menyajikan bukti bahwa keluarga toksin RelE dan ParE, terlepas dari cara kerjanya yang sangat berbeda, pada akhirnya diturunkan dari nenek moyang yang sama. Lebih lanjut, kami menunjukkan bahwa toksin Doc mendefinisikan keluarga besar enzim yang berpotensi bekerja pada RNA dan berfungsi sebagai pengatur translasi baik pada prokariota maupun eukariota.


Pengantar

Ahli biologi perkembangan sering mengkonseptualisasikan mekanisme pola dalam bidang sel yang seragam, tetapi pada kenyataannya, informasi posisi dapat dihasilkan dan diterjemahkan dalam keadaan dinamis di mana sel membelah, tumbuh, dan berubah bentuk. Keadaan ini memungkinkan untuk umpan balik yang tidak terduga, membuat analisis menjadi tantangan. Rhizotaxis, susunan organ lateral di sepanjang akar tanaman, adalah contoh yang baik dari proses pola yang terjadi dalam konteks yang dinamis. Mekanisme yang mengatur rhizotaxis telah lama tetap menjadi misteri, meskipun asal usul akar lateral telah dijelaskan pada awal tahun 1888 [1]. Di dalam Arabidopsis, akar lateral muncul dari dua berkas sel perisikel yang terletak berdekatan dengan protoxylem [2], dan pola akar lateral yang muncul dapat digambarkan dalam hal jarak longitudinal sepanjang berkas dan komponen kiri/kanan (Gambar 1A). Pola longitudinal bervariasi dan tidak dapat dijelaskan dengan mekanisme yang memerlukan jumlah waktu, jarak, atau jumlah sel perisikel yang tetap antara inisiasi [3]. Namun, ada kecenderungan kuat untuk akar lateral muncul di luar, yaitu, sisi cembung, dari kurva [4]. Kecenderungan ini berkorelasi dengan respons auksin di atas rata-rata pada ujung proksimal zona meristematik (MZ) jauh sebelum pembelahan asimetris pertama [5]. Pembentukan akar lateral dapat diinduksi oleh peningkatan global kandungan auksin [6], dan lebih khusus lagi, oleh aktivasi lokal sintesis auksin dalam sel perisikel [7]. Mutasi yang membuat tanaman kurang sensitif terhadap auksin mengurangi jumlah akar lateral [8,9]. Selain itu, penghambatan transpor auksin secara kimiawi atau genetik dapat menurunkan kerapatan akar lateral [10-12]. Pengamatan ini menunjukkan bahwa pembentukan akar lateral dipengaruhi oleh auksin, tetapi mereka tidak mengungkapkan mekanisme yang mendasarinya. Di sini, kami menggabungkan pendekatan pemodelan eksperimental dan multilevel untuk mengungkap mekanisme molekuler dan biofisik yang mengatur pola rhizotaktik.

(A) Akar lateral terbentuk di bagian luar kurva dengan ritme kiri/kanan yang bergantian (Hai menunjukkan bagian luar, dan Saya bagian dalam kurva L menunjukkan kiri, dan R kanan, relatif terhadap sumbu utama akar).

(B–D) Contoh kelengkungan akar akibat stimulasi gravitropik dari interval waktu yang berbeda (B) 3 jam (C) 4,5 jam (D) tidak pernah kembali. Tanda bintang hitam (*) menunjukkan posisi akar panah merah lateral yang muncul menunjukkan pusat kurva. Bilah skala mewakili 500 m.

(E) Pembentukan akar lateral berkorelasi dengan derajat kelengkungan akar akibat stimulasi gravitropik selama berbagai waktu. Simbol menunjukkan waktu dalam posisi terbalik. Jarak dari pusat kurva ke akar lateral terdekat yang muncul dilaporkan.

(F) Inisiasi akar lateral diinduksi pada akar melengkung secara manual. Kiri: lokasi di sepanjang kurva di mana bentuk akar lateral dilaporkan di samping posisi yang sebanding untuk akar lurus. Pusat kurva didefinisikan sebagai nol, dan nilai negatif lebih dekat ke ujung akar, distal ke pusat kurva. Kurva dibuat 0,5 cm dari ujung akar. Kanan: persentase akar lateral yang terbentuk di setiap sisi akar utama. Sisi didefinisikan sebagai bagian dalam dan luar untuk akar melengkung, dan kiri dan kanan untuk akar lurus, seperti yang ditunjukkan pada Gambar 1A.

(G) DR5::GFP terakumulasi secara asimetris di prasasti akar melengkung secara manual. Simbol merah solid menunjukkan bagian luar prasasti, simbol hitam terbuka menunjukkan bagian dalam.

(H) Kelengkungan akar akibat respons gravitropik menghasilkan distribusi auksin asimetris terbalik di akar primer MZ. DR5::vYFP (nuklir), PIN7:GFP (ER). Buka panah menunjukkan vektor gravitasi selama pertumbuhan awal panah padat menunjukkan vektor gravitasi selama periode inversi dan salib dilingkari menunjukkan vektor gravitasi diarahkan ke pesawat selama pencitraan. Bilah skala mewakili 100 m.

(I–L) Respon auksin ditingkatkan secara lokal di pericycle dan sel endodermal yang berdekatan pada kurva sebelum pembelahan sel asimetris. Penanda fluoresen seperti pada (H). (I) 300 menit, (J) 110 menit, dan (K) 10 menit sebelumnya, dan (L) 10 menit setelah pembelahan sel perisikel. Panah menandai lokasi inti yang membelah. Bilah skala mewakili 100 m.


Hasil

PIN1 Merespon Lambat terhadap Pemenggalan Batang

Dalam model dasar kami yang dilaporkan sebelumnya untuk kontrol percabangan pucuk, jaringan transportasi auksin melintasi batang dianggap sebagai sistem kesatuan, dengan akumulasi membran plasma dari protein PIN generik yang ditetapkan dan dipelihara oleh mekanisme berbasis kanalisasi [33]. Jika asumsi ini benar, akumulasi PIN dan polarisasi pada batang harus merespon kuat terhadap fluks auksin. Untuk menguji hipotesis ini, kami menggunakan segmen batang 2cm yang diisolasi dari ruas perbungaan primer basal dari tanaman berumur 5 atau 6 minggu yang mengekspresikan protein fusi PIN1-GFP yang dicirikan dengan baik dari promotor aslinya, yang melengkapi pin1 mutan [37]. Konstruksi ini diekspresikan dalam parenkim xilem dan sel kambial dari berkas pembuluh darah batang (anatomi batang diringkas dalam Gambar 1), yang merupakan jaringan klasik yang terkait dengan PATS [20,38]. Pola ekspresi ini identik dengan yang berbeda PIN1pro:PIN1-GFP garis dijelaskan sebelumnya [10,39].

A) Mikrograf ringan penampang melintang melalui ruas basal batang perbungaan Arabidopsis berumur 6 minggu. Bundel pembuluh darah terlihat jelas sebagai segitiga hijau tua. Potongan memanjang yang digunakan dalam penelitian ini dibuat melintang di tengah batang, di antara dua berkas pembuluh, yang ditunjukkan dengan garis putih. B, C) Tampilan jarak dekat dari anatomi seluler di bagian melintang dari bundel vaskular Arabidopsis dan jaringan di sekitarnya. (C) diarsir untuk menunjukkan jenis jaringan. D) Mikrograf ringan bagian membujur melalui ruas basal batang perbungaan Arabidopsis berumur 6 minggu (sepanjang jenis transek yang ditunjukkan pada A). Bundel vaskular terlihat sebagai garis putih kontinu (ditunjukkan oleh kepala panah putih). Inset menunjukkan seluruh segmen 2 cm. Kotak putih menunjukkan wilayah yang ditunjukkan pada E, F. E, F) Tampilan jarak dekat dari anatomi seluler di bagian longitudinal bundel vaskular Arabidopsis dan jaringan di sekitarnya. (F) diarsir untuk menunjukkan jenis jaringan. Tidak diarsir/P = empulur, ungu/XP = parenkim xilem, kuning/X = xilem, hijau/C = kambium, merah/Ph = floem, jingga/E = epidermis, biru/IFF = serabut interfascicular.

Segmen 2 cm dipegang secara vertikal di antara dua bagian agar (setelah [40]) di mana perlakuan yang berbeda dapat diterapkan. Pertama, kami menilai bagaimana PIN1-GFP menanggapi tidak adanya perawatan semacam itu (“tidak diobati”), yang mendekati efek pemenggalan kepala tanaman utuh. Kami beralasan bahwa, karena laju transportasi auksin di batang biasanya diukur sebagai:

6-10 mm/jam [41], setiap auksin endogen yang ada di segmen ini pada saat eksisi akan habis dalam waktu 4 jam. Dengan asumsi bahwa fluks auksin mempertahankan lokalisasi polar PIN1, oleh karena itu kami berharap untuk mengamati perubahan cepat dalam lokalisasi PIN1 selama jangka waktu ini. Namun, kami mengamati bahwa perilaku PIN1 sangat stabil dalam skenario ini. Tidak ada perubahan nyata dalam lokalisasi atau ekspresi PIN1-GFP yang terjadi 4 jam setelah segmen diisolasi (Gambar 2A, 2E dan 2I). Hasil ini menunjukkan bahwa penipisan auksin tidak cukup untuk memicu endositosis PIN1, atau penipisan auksin tidak terjadi pada segmen ini pada skala waktu yang diharapkan.

Ekspresi PIN1-GFP dalam sel parenkim xilem (lihat Gambar 1) di bagian tangan memanjang

2 cm ruas batang perbungaan basal berumur 6 minggu PIN1pro:PIN1-GFP tanaman. "Apeks" dan "basal" (di sebelah kiri) mengacu pada ujung segmen mana yang sedang dicitrakan. Angka di sudut kanan menunjukkan jumlah segmen/nomor yang diperiksa di mana lokalisasi PIN1 basal dan polar terlihat dalam perawatan ini. Sinyal hijau menunjukkan PIN1-GFP, sinyal merah adalah autofluoresensi kloroplas. A) Ruas batang yang baru dipanen. B, D) Segmen batang dipegang secara vertikal dalam cawan Petri di antara 2 blok agar dengan 1 M NAA dipasok di blok apikal masing-masing selama 1, 3, atau 6 hari. E–L) Segmen batang dipegang secara vertikal di cawan Petri antara 2 blok agar tanpa perlakuan hormon ('—') selama 4 jam (E, I), 1 d (F, J), 3 d (G, K) atau 6 d (H, L) di ujung apikal (E–H) atau ujung basal (I–L) segmen.

Setelah 1 hari, PIN1-GFP pada membran plasma basal sangat berkurang atau tidak ada pada ujung apikal banyak segmen (7/17, Gambar 2F). Namun, pada saat yang sama, masih ada PIN1-GFP terlokalisasi yang kuat di bagian medial (tidak ditampilkan) dan basal segmen batang (Gbr 2J), dan sinyal ini bertahan hingga 6 hari setelah isolasi, meskipun secara bertahap melemah (Gambar 2K dan 2L). Sebaliknya, ketika kami menambahkan 1μM asam naftalena asetat (NAA), analog auksin, ke blok apikal agar (mensimulasikan puncak pucuk utuh), kami mengamati bahwa PIN1-GFP tetap kuat diekspresikan dan terpolarisasi ke membran basal di seluruh batang segmen hingga 6 hari (Gambar 2A-2D). Dengan demikian, auksin dengan jelas mempromosikan lokalisasi PIN1 yang sedang berlangsung pada membran plasma basal sel parenkim xilem, konsisten dengan hipotesis bahwa kehadiran PIN1 di lokasi ini 4 jam setelah pemenggalan kepala dihasilkan dari penipisan auksin yang lebih lambat dari perkiraan. Hipotesis ini selanjutnya didukung oleh perbedaan yang kuat dalam perilaku PIN1 sepanjang segmen 2 cm, dengan perkembangan apikal ke basal dalam penipisan PIN1 selama 6 hari, menunjukkan bahwa daripada deplesi auksin basipetal cepat yang sederhana, dinamika transportasi auksin di batang lebih kompleks. .

Kinetika Transportasi Auksin Batang Tidak Linier

Untuk menguji gagasan bahwa kadar auksin di segmen batang menurun lebih lambat daripada yang kami perkirakan sebelumnya, kami secara langsung mengukur kadar auksin di jaringan dan mengelusi segmen batang dengan kromatografi gas-spektrometri massa (GC-MS). Kami menemukan bahwa segmen batang basal yang baru dipanen mengandung rata-rata 41 pg IAA per mg jaringan (berat segar) (standar deviasi = 18, n = 4), sama dengan sekitar 1.400 pg dalam segmen 20 mm (massa rata-rata

35mg), memberikan patokan untuk total IAA pada t = 0 (Gambar 3A). Kami kemudian menguji, juga dengan GC-MS, auksin dielusi dari ujung basal segmen batang yang baru dipanen selama jangka waktu tertentu, dengan mentransfer segmen secara serial ke buffer koleksi segar. Dengan cara ini, kami mengumpulkan auksin dalam interval waktu 0-0,5 jam, 0,5-1 jam, 1-2 jam, 2-4 jam, 4-8 jam, dan 8-24 jam. Hampir setengah auksin dikumpulkan dalam dua jam pertama, konsisten dengan penipisan auksin yang cepat yang kami harapkan dari tingkat transportasi auksin yang didokumentasikan sebelumnya (Gambar 3A). Namun, elusi auksin berlanjut selama 22 jam berikutnya dari percobaan, yang mengarah ke eluat kumulatif rata-rata pada 24 jam 1218pg (standar deviasi 42, n = 4) menunjukkan bahwa dengan t = 24 jam sekitar 10% dari kandungan auksin asli tetap tidak terdrainase (Gambar 3A). Namun, ketika kami menganalisis kandungan auksin jaringan dari segmen batang yang telah dibiarkan mengalir selama 24 jam dengan cara yang sama, kami menemukan rata-rata 17,6 pg/mg IAA (standar deviasi = 4, n = 4) setara dengan sekitar 600 pg IAA per segmen (43% dari t = 0 konten), konsisten dengan sintesis bersih dari

400 pg IAA selama percobaan. Jika digabungkan, data ini menunjukkan bahwa, selain kumpulan auksin yang bergerak cepat di PATS, mungkin ada kumpulan auksin yang bergerak lebih lambat di dalam batang dan mungkin sintesis auksin yang berlanjut. Kombinasi faktor-faktor ini tampaknya cukup untuk mempertahankan ekspresi PIN1 pada membran plasma di bagian basal segmen batang selama beberapa hari setelah pemenggalan kepala.

A) Auksin endogen yang dielusi dari segmen batang 2 cm dari ruas perbungaan basal tanaman berumur 6 minggu diukur dengan GC-MS pada titik yang berbeda setelah eksisi. Auksin kumulatif yang dikumpulkan (pg) ditunjukkan relatif terhadap waktu. Garis merah menunjukkan perkiraan kandungan auksin bebas dari segmen batang pada t = 0. B) Distribusi IAA berlabel radio (diukur sebagai CPM) dalam interval 2 mm dari segmen batang sepanjang 24 mm setelah pulsa 10 menit dari 5 M IAA berlabel radio dipasok ke ujung apikal segmen. Batang dibedah dan dianalisis dengan kilau 30 menit (garis biru), 60 menit (garis merah) atau 90 menit (garis hijau) setelah penerapan denyut nadi n = 8 per titik waktu, batang menunjukkan kesalahan standar rata-rata (sem). C) Distribusi IAA berlabel radio (diukur sebagai CPM) dalam interval 2 mm dari segmen batang sepanjang 24 mm setelah pulsa 10 menit dari 5 M IAA berlabel radio dipasok ke ujung apikal segmen. Batang dibedah dan dianalisis dengan kilau 120 menit (garis ungu), 150 menit (garis biru muda) atau 180 menit (garis oranye) setelah penerapan pulsa n = 8 per titik waktu, bar menunjukkan s.e.m. D) Uji transportasi auksin untuk mengukur pergerakan auksin lintas batang. Dua skema diujicobakan (b-c dan d-e), di mana keduanya ujung apikal segmen batang 18 mm dibedah sehingga auksin berlabel radio dapat disuplai hanya ke setengah batang (lihat ilustrasi). Sayatan memanjang dibuat di sepanjang diameter batang (gambar atas, garis putus-putus merah), hingga kedalaman 5 mm, diikuti oleh sayatan melintang kedua untuk menghilangkan setengah batang. Segmen kontrol (a) dibiarkan utuh. Dalam skema d-e, ujung basal segmen diperlakukan sama pada awal percobaan untuk meninggalkan setengah batang langsung di bawah situs aplikasi auksin (d) atau berlawanan secara diametris dengan situs aplikasi (e), sementara dalam skema b-c ujung basal dibiarkan utuh selama pengujian. Ujung apikal ruas batang kemudian direndam dalam 2μM 14C IAA selama 6 jam. Pada akhir pengujian, batang 5 mm basal dibedah dari batang. Dalam skema b-c, basal 5 mm dibelah dua secara longitudinal, untuk memisahkan jaringan langsung di bawah tempat aplikasi auksin (b) dari jaringan yang berlawanan secara diametris (c). Jumlah radiolabel yang diangkut ke basal 5 mm di masing-masing a, b, c, d, dan e kemudian diukur dengan sintilasi. Grafik menunjukkan auksin yang diangkut di masing-masing diseksi ini (diukur sebagai CPM), n = 16, bar menunjukkan s.e.m.

Data ini menunjukkan bahwa transportasi auksin di batang mungkin memiliki kinetika yang kompleks. Untuk menguji hipotesis ini, kami mengembangkan uji pulsa di mana segmen batang dibalik dengan ujung apikalnya direndam dalam larutan auksin berlabel radio selama 10 menit sebelum dipindahkan ke tabung yang berisi media tanpa auksin. Kami kemudian melacak distribusi label radio dalam segmen dari waktu ke waktu, dengan memotong segmen menjadi bagian 2 mm dan mengukur label radio yang ada di setiap bagian. Setelah 30 menit, terdapat puncak label radio yang relatif rapat ke arah ujung apikal segmen, pada posisi yang konsisten dengan sebagian besar molekul auksin yang diangkut pada kecepatan yang biasanya dikutip sekitar 1 cm/jam, namun, proporsi auksin molekul dalam pengujian ini bergerak jauh lebih cepat (Gambar 3B). Pada titik waktu berikutnya (60 dan 90 menit), distribusi auksin menjadi lebih luas dan lebih dangkal, dan puncak yang berbeda sulit untuk dilihat (Gambar 3B). Pengobatan dengan inhibitor transport auksin 1-n-naphthylphthalamic acid (NPA) memblokir pergerakan auksin melalui segmen ini, menunjukkan bahwa profil ini muncul dari transpor auksin aktif (S1 Gambar). Dari 120–180 menit, radio-label secara bertahap terakumulasi di ujung basal batang, hanya menyisakan residu yang sangat kecil di seluruh batang (Gbr 3C).

Pola distribusi auksin yang agak menyebar ini tidak konsisten dengan auksin yang bergerak hanya melalui PATS dengan konduktansi tinggi. Kami berhipotesis bahwa pola ini muncul karena ada pertukaran yang signifikan antara PATS dan jaringan sekitarnya [42]. Oleh karena itu, populasi molekul auksin berlabel radio dalam pengujian ini tidak bergerak secara linier sederhana melalui aliran transportasi, tetapi secara bertahap menyebar di sepanjang batang dan akhirnya terkumpul di dasar, bergerak rata-rata lebih lambat daripada yang diantisipasi, tetapi dengan varians yang sangat besar dalam laju pergerakan molekul auksin berlabel.

Auksin Bergerak melintasi Batang

Kami sebelumnya telah mengamati bahwa dua tunas berturut-turut pada segmen batang yang terisolasi dapat menghambat pertumbuhan satu sama lain, meskipun terhubung, dan oleh karena itu mengekspor auksin, ke dalam ikatan pembuluh yang berbeda di batang utama [36]. Dalam konteks pergerakan auksin yang lebih lambat dan lebih kompleks dari yang diharapkan di sepanjang batang, kami berhipotesis bahwa penghambatan ini mungkin timbul dari pergerakan auksin melintasi batang. Untuk menilai apakah pergerakan auksin lintas batang terjadi, kami mengembangkan uji transpor lintas batang (Gambar 3D), berdasarkan modifikasi uji transpor auksin massal dasar kami di mana segmen batang diperlakukan secara apikal dengan larutan auksin berlabel radio selama 6 jam. Untuk uji lintas batang, auksin berlabel radio disuplai secara apikal ke hanya setengah batang, dan kemudian diukur secara basal di bagian yang sama, atau bagian yang berlawanan dari batang. Jika auksin bergerak secara basipetal melalui aliran transportasi di setiap bundel vaskular, harus ada sedikit radiolabel yang dikumpulkan di bagian yang berlawanan, karena dalam satu ruas tidak ada hubungan vaskular antara tempat aplikasi dan pengumpulan auksin [43]. Namun, sejalan dengan hipotesis kami, sejumlah besar auksin terdeteksi di sisi berlawanan dari batang ke tempat pasokan auksin (Gambar 3D). Secara bersama-sama, data ini menunjukkan bahwa, selain PATS klasik yang terkait dengan ikatan pembuluh, ada juga transportasi auksin yang cukup besar melalui berbagai jaringan di batang.

PIN1 Ekspresi di Batang Dapat Diinduksi Auksin tetapi Sangat Spesifik Jenis Sel

Penipisan auksin yang lambat diamati menunjukkan bahwa penipisan lambat PIN1 (Gambar 2) dapat mencerminkan mekanisme seperti kanalisasi, dengan fluks auksin diperlukan untuk mempertahankan polaritas PIN1. Prediksi lebih lanjut dari hipotesis kanalisasi adalah bahwa auksin dapat menginduksi ekspresi pengangkut auksin di jaringan naif, dan memang ekspresi PIN1 gen sebelumnya telah terbukti dapat diinduksi auksin pada meristem apikal akar dan pucuk [44,45]. Oleh karena itu kami menyelidiki apakah perubahan yang diamati dalam PIN1 ekspresi di segmen batang dapat dijelaskan dengan perubahan PIN1 transkripsi. Menggunakan PCR kuantitatif, kami menganalisis transkripsi PIN1 pada segmen batang yang dirawat dengan 1μM NAA yang diaplikasikan secara apikal selama 3 hari, atau dibiarkan tanpa perawatan selama 3 hari, dibandingkan dengan segmen batang segar yang setara. Kami menemukan bahwa PIN1 transkripsi diinduksi sekitar 6 kali lipat oleh pengobatan auksin, dan berkurang sekitar 10 kali lipat tanpa adanya ekspresi auksin (Gambar 4A) dari gen kontrol yang dapat diinduksi auksin, LEBIH BANYAK PERTUMBUHAN AKLAR 4 (MAX4), berperilaku seperti yang diharapkan dalam menanggapi pemenggalan kepala/pengobatan auksin [28]. Namun, ketika kami menganalisis pola akumulasi GFP di PIN1pro:PIN1-GFP tanaman di segmen yang diberi auksin, kami tidak mengamati perubahan yang jelas dalam pola ekspresi PIN1, bahkan pada segmen batang yang sangat muda yang diambil segera setelah dibaut. File sel mengekspresikan PIN1 atau tidak, terlepas dari perlakuan auksin (Gambar 4C–4E). Ini menunjukkan bahwa PIN1 ekspresi di batang dapat diinduksi auksin tetapi sangat spesifik untuk tipe sel, dan/atau ada regulasi pasca transkripsi spesifik tipe sel.


Regulasi spasial-temporal dari kapasitas pensinyalan auksin juga berkontribusi pada pola SAM

Tindakan auksin dalam proses pola tidak hanya bergantung pada distribusi auksin dalam jaringan tetapi juga pada kapasitas seluler untuk merasakan auksin dan memicu respons transkripsi spesifik. Interaksi protein-protein antara Aux/IAA dan regulator transkripsi faktor respon auksin (ARF) merupakan pusat pensinyalan auksin. Ada 29 gen Aux/IAA yang mengkode sebagian besar penekan transkripsi yang diinduksi auksin berumur pendek. 23 protein ARF dapat berupa aktivator (lima ARF kaya Q) atau represor transkripsi. Protein Aux/IAA dan ARF mampu membentuk homo- dan heterodimer baik di dalam maupun di antara famili. Ketidakstabilan Aux/IAA bersifat intrinsik pada apa yang disebut domain II, yang berinteraksi langsung dengan ligase protein ubiquitin mirip SCF yang menyimpan TIR1 atau salah satu dari tiga protein kotak F AFB terkait ( Dharmasiri dkk., 2005A, B Kepinski dan Leyser, 2005 Tan dkk., 2007). TIR1 dan AFBs bertindak sebagai koreseptor auksin bersama-sama dengan Aux/IAAs ( Calderón-Villalobos dkk., 2012), dan aktivasinya mengarah pada degradasi Aux/IAA yang bergantung pada auksin. Sebuah model untuk transduksi auksin adalah bahwa Aux/IAA dimerisasi dengan aktivator ARF. Kompleks ini mengikat gen yang dapat diinduksi auksin, sehingga mencegah transkripsi. Dengan mempromosikan degradasi Aux / IAA, auksin akan memungkinkan ARF untuk mengaktifkan transkripsi. Sebagian besar Aux/IAA sendiri merupakan target ARF, sehingga membentuk loop umpan balik negatif.

Pengobatan pin1 meristem dengan auksin eksogen menunjukkan bahwa semua sel di pinggiran meristem kompeten untuk memulai organ dalam menanggapi auksin (Reinhardt dkk., 2000). Namun, auksin tidak dapat memicu organogenesis di pusat meristem. Mutasi di MONOPTERO/ARF5 (MP/ARF5) menginduksi fenotipe seperti pin dan juga memblokir kemampuan sel PZ untuk merespon auksin eksogen (Hartke dan Berleth, 1998 Reinhardt dkk., 2003). MP/ARF5 telah terbukti menjalankan fungsinya dalam organogenesis, sebagian, dengan secara langsung menginduksi, dengan cara yang bergantung pada auksin, ekspresi TF LFY, ANT, dan ANT-like 6 (AIL6) ( Yamaguchi dkk., 2013). Karena MP/ARF5 hanya diekspresikan pada perifer meristem ( Hardtke dan Berleth, 1998 Yamaguchi dkk., 2013), kompetensi untuk inisiasi organ di pinggiran meristem bergantung, setidaknya sebagian, pada modulasi spasial transduksi sinyal auksin. Menggunakan sebagian besar di tempat hibridisasi, sebuah studi baru-baru ini mengidentifikasi TIR1, AFB1, dan AFB5 dan lebih dari 20 Aux/IAA dan ARF sebagai efektor persepsi dan pensinyalan auksin di SAM. Analisis ini juga menunjukkan bahwa sebagian besar regulator ini diekspresikan secara berbeda dalam SAM, dengan ekspresi rendah di pusat SAM dan ekspresi tinggi di PZ. Khususnya, ekspresi represor ARF dan aktivator ARF mengikuti tren umum ini. Interaksi penuh Aux/IAA-ARF diperoleh dengan menggunakan pendekatan dua-hibrida ragi, dan pengetahuan tentang topologi jalur pensinyalan auksin Aux/IAA-ARF digunakan untuk mengembangkan model matematis dari kontrol transkripsi gen oleh auksin di SAM. Model ini memprediksi peran jalur Aux/IAA-ARF dalam menciptakan sensitivitas diferensial terhadap auksin antara pusat dan pinggiran SAM, bersama dengan kapasitas untuk menyangga fluktuasi sinyal auksin untuk menstabilkan respons transkripsi. Kedua prediksi ini dapat divalidasi dengan menganalisis perbedaan antara pola fluoresensi spatio-temporal DII-VENUS dan DR5 ( Vernoux dkk., 2011).

Karya ini menunjukkan bahwa distribusi spasial dari ARF gen dalam SAM sangat penting untuk membatasi respons transkripsi tinggi terhadap auksin (termasuk ekspresi Aux / IAA) di pinggiran meristem dan sangat penting untuk definisi dua domain fungsional utama SAM, CZ dan PZ. Selain itu, peran jalur pensinyalan dalam menstabilkan respons transkripsional terhadap auksin mungkin berkontribusi pada kekokohan pola di SAM dan dengan demikian phyllotaxis ( Vernoux dkk., 2011). Dinamika morfogenesis di SAM dengan demikian tampaknya merupakan hasil dari integrasi dinamis dari distribusi spasial sinyal auksin dan kapasitas pensinyalan lokal dalam kontrol spasial morfogenesis (Gbr. 1), serupa dengan apa yang telah diamati baru-baru ini untuk morfogen-driven pola perkembangan dalam sistem hewan ( Kicheva dkk., 2012).

Beberapa putaran umpan balik yang bekerja pada skala yang berbeda mendorong pembentukan organ yang digerakkan oleh auksin di SAM. Akumulasi auksin dalam sel di lokasi spesifik PZ di SAM memicu pensinyalan yang dimediasi TIR1/AFB- dan ABP1. The activation of cellular auxin responses promotes: (1) PIN1-mediated auxin efflux that will in turn influence polar auxin transport patterns in the SAM and (2) the level of auxin biosynthesis in the SAM. These will in turn feed back on the patterns of auxin accumulation amplifying the local growth responses that promote organ formation.


Moderna is working to create mRNA medicines for a wide range of diseases and conditions. These include potential new mRNA medicines for treating infectious diseases, cancer, rare diseases and cardiovascular disease.

Moderna's Research Engine

Our Research Engine combines proprietary digital drug design tools and a highly automated production facility to enable Moderna and our partners to accelerate the pace of research, from idea development to development candidate nomination.

Moderna's Early Development Engine

Our Norwood, MA manufacturing facility allows us to produce the materials needed to supply our pre-clinical and Phase 1 and Phase 2 clinical development programs and the infrastructure required to anticipate future program demand.


Wetlands Decoder Table Download

The database table in this download provides a crosswalk from U.S. Fish and Wildlife Service, National Wetlands Inventory (NWI) wetlands data, as defined by the Federal Wetland Mapping Standard, to the complete wetland definitions, as defined by the Federal Wetlands Classification Standard. The table can be joined with the NWI wetlands data using the 'Attribute' field. This will provide users with a full wetland or deepwater habitat description for each polygon. The NWI dataset and associated tables are updated on a biannual basis, typically in October and May. To ensure you have the most up to date information, please refer to the published date in the metadata, and download new data and tables regularly.

NWI Code Definitions Download Package - Last updated: May 2021


Phosphorus (P)

Phosphorus also plays a role in an array of functions necessary for healthy plant growth, contributing to structural strength, crop quality, seed production, and more. Phosphorus also encourages the growth of roots, promotes blooming, and is essential in DNA.

The transformation of solar energy into usable compounds is also largely possible because of phosphorus.

Sources of Phosphorus

Like nitrogen, phosphorus in NPK fertilizer can come from both organic and inorganic sources:

Common Inorganic Sources of P in NPK Blends

The primary source of inorganic phosphorus is phosphate rock. Crushed phosphate rock can be applied to soils directly, but it is much more effective if processed to be more readily available for plant uptake.

Common Organic Sources of P in NPK Blends


Kesimpulan

Kita P. veris genome assembly exemplifies the power of high-throughput DNA sequencing technologies and establishes a benchmark for the rapid de novo assembly of a highly heterozygous, non-model plant with a moderately sized genome (that is, 479.22 Mb). We believe that the primary strength of our sequencing strategy lies in the diversity of sequence libraries and sequencing platforms we have employed. Our study suggests great promise in the application of PacBio long-read data for the improvement of de novo genome assemblies, and it is possible that, with the direct incorporation of the raw PacBio sequences in the assembly process, even more information could be extracted from long reads. Currently such integration is strongly limited by the sebuah prioritas correction of raw PacBio reads, which significantly reduces the quantity of usable data resulting from a PacBio run (G. Russo, personal observation). In the case of large eukaryotic genomes, this translates into the need for a largely unfeasible sequencing throughput.

Using our de novo genome assembly coupled with RNAseq data from flower buds, we have identified 113 genes that show significant morph-specific differential expression in both P. veris dan P. vulgaris. Functional analysis of the list of candidate genes has revealed clusters of GO terms related to extracellular processes, cell growth and organization, and development of reproductive structures. Furthermore, our genome assembly shows that the B-function MADS box gene GLOBOSA has been duplicated in Primula, and we find that one of these copies (PveGLO2) is silenced in L-morph flower buds, but we still do not know if PveGLO2 is linked to the S-locus, and thus a suitable candidate gene for morph-specific floral development. Future work toward characterizing this candidate gene could involve resequencing both L- and S-morph plants to evaluate the presence of this gene in both morphs and identify morph-specific SNPs that can be tested for S-locus linkage in a mapping population.

Employing a bulk segregant analysis followed by high-resolution mapping, we identify six loci on four genome scaffolds that are tightly linked to the S-locus in P. veris. When examining these S-linked genome scaffolds as well as genome scaffolds carrying genes previously identified as linked to the S-locus, we find elevated heterozygosity in S-morph versus L-morph coding sequences, consistent with theoretical predictions. Future work toward defining the recombinational limits and genetic composition of the S-locus would benefit greatly from the construction of a linkage map using genetic markers anchored within genome scaffolds. Beyond characterizing the Primula S-locus, our de novo genome sequence will prove to be a valuable resource for marker design and the analysis of population genomic and phylogenomic data. The genomic resources presented here thus represent a significant leap forward in the development of P. veris dan P. vulgaris as models in the study of distyly, climatic adaptation, and speciation genetics.


Practice with the Codon Chart

Another great way to increase your knowledge of protein synthesis and better prepare for protein synthesis worksheets is to practice with the codon chart. You can find the solutions in parenthesis after the example:

  1. CUU-CGU-AAU-UGG-AAG (leu-arg-asn-trp-lys)
  2. ACU-ACA-AGU-UGC-UUU (thr-thr-ser-cys-phe)
  3. AAC-AAG-GUC-GUC-AGG (asn-lys-val-ile-arg)

Protein synthesis is a complex, highly tuned process that enables life to flourish. Understanding it, from the DNA to the RNA to the amino acids, gives us a better appreciation for life itself. Use our protein synthesis worksheet practice questions to help you learn the ins and outs of protein synthesis and remember the informaion.


Tonton videonya: Jenis dan Contoh Penyerbukan Tumbuhan (November 2022).